Bilgi

Hücre farklılaşması sırasında spesifik gen susturulmasını ne kontrol eder?

Hücre farklılaşması sırasında spesifik gen susturulmasını ne kontrol eder?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Vücudumuzun tüm hücrelerinin aynı DNA'yı kullanması ilgimi çekiyor. Döllenme sonrası bölünmeler sırasında hücreler nasıl farklılaşır?

Buna bir cevap olabilecek gen susturma hakkında okudum. Ama yine de hücrelerin mikro RNA'yı yaparak hangi geni susturması gerektiğine nasıl karar verdiğini anlamıyorum.

Bölünmeye başlayan bir zigot düşünün. Her yavru hücrenin kimyasal ve fiziksel bağlamının başlangıçta aşağı yukarı benzer olacağını varsayardım. O zaman nasıl bir farklılaşma olabilir? Zigotta, her yavru hücreden ne yapılacağına karar veren bir denetleme otoritesi var mı?


Döllenme sonrası dönemde hücre farklılaşması, Homeotik genler adı verilen bir dizi düzenleyici gen tarafından yönetilir. Bunlar, gelişmekte olan organizmaların vücutlarındaki tüm bölümlerin veya yapıların kimliğini "seçen" genlerdir. Bu gen, organizmanın erken gelişiminde yani embriyo aşamasında başlayan belirli bir bölgesinde eksprese edilen bir transkripsiyon faktörünü kodlar. Transkripsiyon faktörleri, her segment için doğru olan genetik “programı” yürürlüğe koymak için hedef genlerin ifadesini değiştirir.

Yukarıdaki şemada gösterilen homeotik transkripsiyon faktörleri [farelerde ve insanlarda Hox genleri arasındaki homoloji], homeobox adı verilen bir DNA segmenti tarafından kodlanan homeodomain adı verilen bir DNA bağlayıcı protein bölgesi içerir. Homeobox dizilerini içeren hayvan genleri, özellikle Hox genleri olarak adlandırılır. Bu gen ailesi, bir hayvanın vücut bölümlerinin sayısı, uzantıların sayısı ve yerleşimi ve hayvan baş-kuyruk yönü gibi genel vücut planını belirlemekten sorumludur.

Bu genlere ek olarak, erken gelişimsel kaskad aşağıdaki genleri içerir:

  • Maternal etki genleri: Döllenmeden önce mRNA'ları anne tarafından yumurta hücresine yerleştirilen genlerdir. Bazı mRNA'lar embriyonun başına veya kuyruk ucuna "bağlıdır" ve baş-kuyruk polaritesinin kurulmasından sorumludur. Maternal etki genleri, diğer genlerin yanı sıra birbirini kontrol eden transkripsiyon veya translasyon düzenleyicilerini kodlar.
  • Boşluk genleri: Maternal etki genlerinin protein ürünleri arasındaki etkileşimler yoluyla aktive edilirler ve ayrıca birbirlerini düzenlerler. Birçok organizmada geniş, çok segmentli bölgelerin tanımlanmasından sorumludurlar.
  • Çift-kuralı genler: Bunlar, boşluk genleri arasındaki etkileşimler tarafından etkinleştirilir ve ifade kalıpları, birbirleriyle olan etkileşimlerle rafine edilir. Yetişkin organizmanın segmentlerine benzer şekilde embriyo boyunca çoklu “şeritler” halinde görünürler. Mutasyon nedeniyle bir çift-kurallı gen eksik olduğunda, genin normal olarak eksprese edildiği segment bölgelerinde yapı kaybı olur. .

Daha fazla bilgi için bu bağlantıya başvurabilirsiniz: - Buraya tıklayın 1 - Buraya tıklayın 2 - Buraya tıklayın 3


Farklı genlerin aktivasyonu ve deaktivasyonu, hücre farklılaşması sürecini yönetir. Hücre farklılaşmasından sorumlu gen ifadesi, içsel ve dışsal sinyaller tarafından kontrol edilir. Hücrenin içinden ve dışından gelen bu düzenlenmiş sinyalleşme, embriyonik gelişimden sorumludur.

Küçük moleküller, proteinler, sıcaklık ve oksijen gibi hücre etrafındaki ortam gen ifadesini kontrol eder. Hücresel iletişim, hücre etrafında sentezlenen proteinler arasındaki sinyallerin etkileşimi ile belirli bir hücrenin kaderine karar vermek için gerçekleşir. Bu proteinler morfojenler, büyüme faktörleri veya sitokinler olabilir. Bu dışsal sinyalleşme, genlerin ekspresyonunu uyaran hücreler arası sinyalleşmeyi başlatır. Geni açıp kapatarak gen ekspresyonundaki değişiklik, gen ürününün üretimini düzenler.

Gen ekspresyonu, DNA'yı değiştirerek içsel olarak düzenlenir. DNA ve kromatin kimyasal olarak değiştirilir. Kromatindeki değişiklik, genlerin transkripsiyon faktörlerine bağlanmasını kontrol ederek gen ekspresyonunu etkiler. Bu epigenetik kimyasal modifikasyonlar, DNA metilasyonu ve histon modifikasyonu olarak bilinir. Kromatin modifikasyonu, hücre gelişimi sırasında gen ekspresyonunda önemli rol oynar. Örneğin, kromatin modifikasyonundan sorumlu proteinler, kas hücresi farklılaşmasında önemli rol oynar. Transkripsiyon faktörleri MyoD ve MEF, histon asetiltransferazlar ve deasetilazlar gibi kromatin modifikasyonundan sorumlu enzimleri düzenler.

Üzerinden: https://www.nature.com/scitable/topicpage/gene-expression-regulates-cell- Differentiation-931/#

Kromatin modifikasyonu, hücre farklılaşması sırasında gerekli olan sürekli gen ekspresyonuna yardımcı olur. Embriyogenezde yer alan gen susturma, hücre gelişimini olgun hücre tiplerine dönüştürür. Genin bu susturulması, geni transkripsiyon makinelerine erişilemez hale getirerek yapılır ve yetişkin hücre tipinde genlere tekrar ihtiyaç duyulduğunda, kromatin modifikasyonu DNA'yı açar ve transkripsiyon için uygun hale getirir.

Embriyonik hücre tipleri, embriyonik gelişim için gerekli gen ekspresyonunu düzenleyen kromatin modifikasyonu için özel bölgelere sahiptir. Bu bölgeler, genleri aktive ederek veya susturarak gen ekspresyonunu değiştirebilir.

Üzerinden: (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16630819)


Arka plan

Hematopoez, hematopoietik kök hücreler ve bunların mikroçevreleri arasındaki etkileşimler tarafından kontrol edilir. Bu etkileşimler, kök hücrelerin belirli nişlerde tutulmasını ve kök ve progenitör hücre genişlemesini, soy ayrışmasını ve farklılaşmasını etkiler [1]. Adezyon molekülleri, hücre-hücre etkileşimlerinin ana düzenleyicileridir ve hematopoezin birçok yönünü etkilerler [1-4]. Gerçekten de, VLA-4 ve VCAM-1 dahil olmak üzere çeşitli adezyon moleküllerine karşı antikorlar, hematopoietik kök hücrelerin ışınlanmış farelerin [5] kemik iliğini doldurma kabiliyetini inhibe eder ve integrinlerin gen nakavt çalışmaları, hedef aramada kritik rollerini göstermiştir. embriyonik karaciğer gibi geç evre primer hematopoietik organların kolonizasyonu [6, 7]. Daha yakın zamanlarda, N-kadherin ekspresyonu, hematopoietik kök hücrelerin kemik iliği nişinde tutulmasıyla ilişkilendirilmiştir [8-10], ancak bu iddia diğer çalışmalar tarafından desteklenmemektedir [11]. Hedef aramadaki rollerinin aksine, soy bağlılığı ve farklılaşmasındaki yapışma molekülü biyolojisi anlayışımız tam olarak tanımlanmamıştır.

Aktive lökosit hücre yapışma molekülü (ALCAM/CD166) olarak da bilinen hematopoietik hücre antijeni, immünoglobulin süper ailesinin bir üyesidir. İnsan fetal karaciğerinde ve fetal ve yetişkin kemik iliğinde en ilkel hematopoietik hücrelerin yüzeyinde eksprese edilir [12]. Diğer çalışmalar, para-aortik mezodermdeki stromal hücre alt kümelerinde ve insan embriyosundaki diğer birincil hematopoez bölgelerinde ALCAM ekspresyonu bulmuştur [13]. ALCAM aracılı etkileşimler, nöral gelişim [14], kan oluşturan dokularda hematopoietik kök hücrelerin olgunlaşması [12, 15], bağışıklık tepkileri [16] ve tümörün ilerlemesinde [17] önemlidir. Anti-ALCAM antikorları miyeloid koloni oluşumunu inhibe eder laboratuvar ortamında bilinmeyen mekanizma ile [18]. ALCAM'ın monositlerin endotelyal tek tabakalar boyunca geçişinde rol oynadığını daha önce göstermiştik [19]. Daha güncel canlıda çalışmalar, ALCAM'ın kan-beyin bariyeri boyunca monosit göçü için gerekli olduğunu göstermiştir [20]. Diğer çalışmalar, ALCAM'ın dendritik hücreler üzerinde T-hücre ligandı CD6 ile etkileşiminin, optimal T-hücresi aktivasyonu için gerekli olduğunu göstermektedir [21]. Bu çalışmalar ALCAM'ın olgun ve aktive edilmiş lökosit hücre biyolojisindeki rolünü vurgularken, şu anda ALCAM'ın hematopoietik progenitör hücre biyolojisindeki rolü hakkında hiçbir bilgi yoktur.

Bu çalışmada, insan hematopoietik hücre dizilerinde ALCAM ekspresyonunu inceledik. ALCAM geni klonlandı ve K562 hücre dizilerinde fonksiyonel olarak karakterize edildi. ALCAM'ın K562 hücrelerinin megakaryositik farklılaşması üzerindeki etkisi araştırıldı.


Tanıtım

Transkripsiyonel duraklama, genlerin uzamadan transkripsiyonun başlamasını deneyimlediği fenomendir. Başlangıçta yalnızca Drosophila ısı şoku genleri gibi nadir durumlarda meydana geldiği düşünülen ([1'de gözden geçirilmiştir) Krumm ve arkadaşları, duraklatmanın farenin ayrıntılı analizine dayanan daha genel bir mekanizma olabileceğini öne sürmüştür. c-myc gen [2]. Kromatin immünopresipitasyon ve ardından çip hibridizasyonu (ChIP-chip) veya derin dizileme (ChIP-seq) kullanılarak daha yakın zamanda yapılan çalışmalar, transkripsiyonel duraklamanın gerçekten de memelilerdeki genlerin büyük bir kısmında meydana geldiğini ortaya koymuştur [1], [3], [ 4], [5], [6], [7] ve Drosophila [8], [9] hücreleri. Hem duyu hem de duyu olmayan [10], [11] yönlerinde üretken olmayan kısa transkriptler birçok gende tanımlanmıştır ve birçok gelişimsel düzenleyici genin hem pluripotent hem de farklılaşmış hücre tiplerinde duraklatıldığı görülmektedir. Buna karşılık, yapısal olarak aktif temizlik genleri genellikle transkripsiyonel duraklama göstermez [12]. Bu, transkripsiyonel duraklamanın, hücre tipine özgü gen ekspresyon programlarını kontrol etmenin yaygın bir mekanizması olduğunu göstermektedir.

Bu gelişmelere rağmen, transkripsiyonel duraklamanın fizyolojik önemi hala belirsizdir. Bugüne kadar yapılan çoğu duraklatma çalışmasının sabit durumdaki hücrelere odaklandığını kaydettik. Duraklatmanın, hücrelerin çevresel ipuçlarına yanıt olarak gen ekspresyon seviyelerini hızla değiştirmesine izin vermek için önemli olabileceğini varsaydık. Pluripotent kök hücrelerin daha kararlı hücrelere farklılaşması, hücresel durumların en dramatik değişikliklerinden birini incelemek için bir insan model sistemi sağlar. Farklılaşma sırasında yeni gen ekspresyon kalıpları oluşturuldukça transkripsiyon aparatının dinamik olarak nasıl düzenlendiğini anlamaya çalıştık. Transkripsiyonel duraklamanın gen ekspresyonu için anahtar bir geçiş durumu olduğu hipotezini test etmek için insan embriyonik kök hücrelerini erken mezoderme [13] ayırt etmek için yönlendirilmiş bir sistem kullandık ve aktif, duraklatılmış ve sessiz durumlar arasındaki protein kodlayan lokusların akışını nicelleştirdik. kromatin immünopresipitasyon ve 3′ transkript analizinin bir kombinasyonu.


Tartışma

Bu çalışmada, dişi ESC'lerin farklılaşması sırasında allel spesifik RNA-seq ile (gelecekteki) Xi üzerindeki gen susturma dinamiklerini belirledik. GSNAP [46] ile allele özgü RNA-seq haritalamasını verimli ve basit bir prosedürde optimize ettik, böylece her iki alelden tarafsız yüksek çözünürlüklü gen ekspresyon profilleri elde ettik. XCI sırasında bireysel genler için susturma kinetiği, inaktivasyonun Xi üzerinde yayılmasında doğrusal bir bileşen ortaya koymaktadır. Bu, gen susturma ile ilişkili dört kinetik kümenin mesafesindeki artış ve ayrıca XCI'nin çok erken aşamalarında XIC'ye yakın genler için yüksek gen susturma oranı ile desteklenir. Farklılaştırılmış ES_Tsix-stop ESC'lerde ve NPC'lerde XIC'den çok uzak olan üç bölgenin XCI'den kaçışı, eksik doğrusal yayılmanın bir sonucu olabilir. XCI aracılı susturmanın yalnızca "fırsat penceresi" olarak da adlandırılan embriyonik gelişim/farklılaşmanın kısa bir zaman penceresinde meydana gelebileceği gösterilmiştir [53]. Sonuç olarak, bu zaman çerçevesinde XCI'yi tamamlamayan hücreler, X kromozomunun XIC'den daha uzak olan kısımlarını inaktive etmede başarısız olabilir ve bu nedenle geç susturulur. Mevcut çalışmada kullanılan NPC'lerin yanı sıra Gendrel ve diğerleri tarafından oluşturulan NPC'ler. [52], kaçış bölgelerinin de bulunduğu, ES_Tsix-stop ESC'lerinden [35] türetilmiştir. NPC'lere yönelik kapsamlı in vitro farklılaşma sırasında, ESC'lerin bir alt kümesi XCI'yi (NPC_129-Xi) tamamlamış olabilirken, diğer hücrelerde XCI işlemi eksik kalır (*NPC_129-Xi ve NPC_Cast-Xi). İkinci hücrelerde, fırsat penceresi sırasında susturulmadıkları için Xi'nin parçaları aktif kalır. Görünüşe göre, susturulmamış genlerin Xi üzerindeki aktivitesi NPC'lerde tolere edilir, ancak *NPC_129-Xi ve NPC_Cast-Xi NPC hatlarının NPC_129-Xi ile karşılaştırıldığında artan iki katına çıkma süreleri gösterdiğini fark ettiğimiz için hücre canlılığını etkileyebilir.

Gerçekten de kaçış bölgeleri, fırsat penceresi sırasında tamamlanmamış XCI'den kaynaklanıyorsa, bunların XCI'den çok uzak bölgelerdeki lokalizasyonları, (gelecekteki) Xi üzerinde XCI'nin XIC'den doğrusal bir yayılım modelini daha da destekleyecektir. Bununla birlikte, erken fare gelişimi sırasında babaya ait Xi'nin damgalanmış XCI'si için gösterilene benzer şekilde [54], doğrusallık açıkça gözlemlediğimiz susturma dinamiklerinin sadece bir kısmını açıklar. XIC'nin yakınındaki çeşitli genler geç devre dışı bırakılır ve erken zaman noktalarında hiçbir susturma belirtisi göstermezken, XIC'den çok uzak olan diğer genler erken susturulur. Bu nedenle, X kromozomunun uzamsal organizasyonu, TAD'ler (aşağıda tartışıldığı gibi) ve yerel kromatin ortamı gibi diğer bileşenler, Xi'deki susturma dinamiklerinde muhtemelen önemli roller oynar. Gerçekten de, zenginleştirilmiş doluluk içeren en eski bölgelerin olduğu gösterilmiştir. Xist tüm lineer X kromozomu boyunca yayılırlar, ancak XIC'ye uzamsal yakınlıkları vardır [17, 18]. Ayrıca, yüksek düzeyde eksprese edilen genlerin, düşük eksprese edilen genlere kıyasla susturmada hafif ama önemli bir gecikme gösterdiğini gözlemlediğimiz için, gen ekspresyonu seviyesi de XCI susturma kinetiğini etkiler. Bunun nedeni, yüksek oranda eksprese edilen bu genlerin, H3K27me3 [22, 55, 56] gibi susturma ile ilişkili işaretler bırakarak yerel kromatin ortamını değiştirmesinin daha uzun sürmesi olabilir. Öte yandan, çeşitli RNA'ların stabilitesi, XCI sırasında X'e bağlı susturmanın kinetiğini de etkiler. Kararlı RNA'lar daha uzun bir yarı ömre sahiptir ve bu nedenle analizimizde daha yavaş susturma dinamikleri gösterecektir. X'e bağlı transkriptlerin stabilitesini araştıran yeni bir çalışma, otozomal transkriptlere kıyasla X'e bağlı transkriptlerin yarı ömründe genel bir artış gösterdi [57, 58]. X'e bağlı transkriptler arasında, yarı ömür 2 ila 15 saat arasında değişirken, medyan yarı ömür 6 saattir. Bu zaman çerçevesi, 8 günlük EB farklılaşması sürecinden çok daha kısa olduğu için, RNA'nın stabilitesinin, gerçekleştirdiğimiz kümeleme üzerinde muhtemelen çok az etkisi vardır (Şekil 4). Bunun yerine, kümeleme, kromatin üzerindeki transkripsiyonun susturulmasıyla dikte edilmiştir.

Mevcut çalışmada tanımlanan üç kaçış bölgesi (Şekil 5 ve 6) farklılaşmamış dişi ESC'lerde karakterize edilen TAD'lere büyük ölçüde karşılık gelir. İnsandaki kaçış kümelerinin TAD'lerle yakından ilişkili olduğu gözlemiyle birlikte, bu, XCI sırasında TAD'ler için işlevsel bir rol önerir. Daha önce, TAD'ler, XIC içinde XCI'nin düzenlenmesinde yer almaktaydı, Tsix ve Xist'in promotörleri, zıt transkripsiyonel kaderlere sahip komşu TAD'lerde mevcuttu [59]. Ayrıca, TAD'lerin koordineli olarak düzenlenmiş gen kümeleriyle hizalandığı gösterilmiştir [59]. XCI'den kaçan bölgelerin TAD'lere karşılık geldiğine dair mevcut gözlem, TAD'ler içindeki genlerin, XCI sırasında alan tipi bir tarzda susturmayı indüklemek için birlikte düzenlendiğini göstermektedir. Bu, TAD'lerin, XCI'nin başlatılması sırasında inaktivasyon için hedeflenen yüksek dereceli kromatin yapısındaki fonksiyonel bölümler olduğu anlamına gelir. Bir kez hedeflendiğinde, susturma, ilişkili genlerin etkisiz hale gelmesi için TAD içinde yayılabilir. Bunun nasıl çalışacağı henüz çözülmemiştir, ancak işlevsel mekanizmalar, kromozomların geniş bölgelerinin (megabazlara kadar) koordineli bir şekilde bastırılabildiği uzun menzilli epigenetik susturmada (LRES) hareket edenlere benzeyebilir [60].

Birlikte, gözlemlediğimiz XCI dinamikleri, doğası hala belirsiz olan röle elemanları, ara istasyonlar veya yerleştirme istasyonları aracılığıyla ikincil inaktivasyon yayılmasının gerçekleştiği önceden önerilen iki fazlı modellerle uyum sağlar [18, 21, 22, 61] (yakın tarihli bir inceleme için Ng ve diğerleri [62]'ye bakınız). Çalışmamız, XCI'nin yayılması sırasında TAD'lerin birincil hedefler olduğunu ve ardından TAD'ler içinde ikincil yayılmanın meydana geldiğini göstermektedir. TAD'lerin XCI'ye bu şekilde dahil edilmesinin, inaktivasyon süreci sırasında çok erken olması muhtemeldir, çünkü Xi'nin, TAD'lerde küresel organizasyonun azaldığı ve TAD'ler içinde belirli uzun menzilli temasların azaldığı sonraki aşamalarda daha rastgele bir kromozomal organizasyona sahip olduğu gösterilmiştir. kaybolur [35, 59, 63]. (Gelecekteki) Xi'nin etkisizleştirilmesi sırasında TAD'lerin rolünü daha fazla araştırmak için ilginç bir olasılık, XCI sırasında TAD'ler içindeki gen susturulmasını araştırmaktır - örneğin, gerçekleştirdiğimiz EB oluşum süresi boyunca. Bununla birlikte, alel spesifik RNA-sekansının mevcut çözünürlüğü, esas olarak (i) her iki aleli ayırt etmek için mevcut sınırlı sayıda polimorfik bölge ve (ii) güvenilir alel elde etmek için gerekli olan çok yüksek dizileme derinliği nedeniyle, bu tür analizler için çözünürlükten yoksundur. düşük eksprese edilmiş genler için özel çağrılar (tanım gereği polimorfik siteler üzerinde düşük kapsama alanına sahip olacaktır). Mevcut çalışma için, EB farklılaşma süresi boyunca 259 X'e bağlı gen için alelik bilgi elde ettik, X kromozomları ise 124 TAD'den oluşuyor (Ek dosya 7: Tablo S5). TAD başına bu ortalama gen sayısı, TAD'ler içindeki ekspresyon dinamiklerini incelemek için yetersizdir.

Kaçış bölgelerindeki genlerin yanı sıra, X kromozomunda kalan genlerin hiçbiri bitişik kaçış genlerinin kümelerinde mevcut değildir. Ayrıca, diğer kaçış genleri, XCI'ye tabi olan genlerle lokalize oldukları TAD'yi birlikte işgal eder. Bu nedenle, kaçış bölgelerinin dışındaki genlerin kaçışı, muhtemelen TAD'ler dışındaki epigenetik özellikler tarafından yönlendirilir. Bu, kaçış bölgesi 2'nin bir parçası olan ancak bu bölge ile ilişkili TAD'nin bir parçası olmayan iyi bilinen kaçış geni Ddx3x için de geçerli olabilir. Tablo 1'de bildirilen kaçış genlerinin yanında, her üç NPC hattında da (çok) düşük seviyeli bir kaçış tespit ediyoruz: ek bir

50 gen, çoğunlukla beş veya daha az dizi etiketine karşılık gelen bir genin (çoğu durumda <%1) toplam ifadesine Xi'nin <%10 katkısını gösterir (Ek dosya 5: Tablo S4). NPC'lerde benzer bir bulguyu bildiren yakın tarihli bir çalışma, bunun NPC'lerde ve ayrıca beyin dokusundaki nöral kök hücrelerde epigenetik durumdaki bir gevşeme ile ilişkili olduğunu öne sürdü ve bu genler için Xi'den yeniden aktivasyonun meydana gelebileceğini öne sürdü. Ayrıca Kdm5c gibi bireysel kaçış genleri için, XCI'nin başlangıcında başlangıçta susturuldukları, daha sonra Xi'den geliştirme sırasında daha sonra yeniden etkinleştirildikleri bildirilmiştir [38, 50]. Bununla birlikte, mevcut çalışmada tanımlanan NPC'lerdeki kaçış genlerinin çoğunluğu, dişi EB farklılaşmalarında "geç" veya "susturulmamış" kinetik kümelerde 3 veya 4 mevcut olduklarından, XCI'nin kurulması sırasında zaten (büyük ölçüde) susturmadan kaçarlar. . Bu, kaçış genlerinin başlangıçtan itibaren XCI'den zaten hariç tutulduğunu ve bu kaçış genlerinin çoğunun, muhtemelen, XCI'nin yayılması sırasında susturulmalarını engelleyen (epi)genetik özellikler içerdiğini gösterir.

Verilerimiz, farklılaşma ve gelişimin farklı aşamalarında global gen ekspresyon seviyelerini belirleyerek, ayrıca X kromozomu ve otozomlar arasındaki dozaj telafisinin dinamikleri hakkında bilgi sağlar. ESC'lerde, dişi ve erkekte X'e bağlı gen ekspresyonunun ortalama seviyesi, otozomal genlerden ekspresyona göre sırasıyla 1.50 ve 0.86 kat daha yüksektir (Ek dosya 1: Şekil S1 Şekil 2c). ESC'lerle karşılaştırıldığında, epiblast kök hücrelerinde (EpiSC'ler) dişi X'e bağlı genlerin ekspresyonu azalırken, erkek X'e bağlı genlerin ekspresyonu artar. Otozomal ekspresyon, dişi ve erkek ESC'ler ve EpiSC'ler arasında nispeten stabildir. Bu, erkek ve dişi EpiSC'lerde otozomal ve X'e bağlı genler arasında çok benzer ekspresyon seviyeleri ile sonuçlanır (Ek dosya 1: Şekil S1), Lin ve ark. [23]. EB farklılaşması sırasında çok benzer dinamikler elde edilir, bu sırada X'e bağlı genler dişideki Xa'dan (Şekil 2c) ve erkek ESC'lerdeki tek X kromozomundan (Şekil 3b, sağ panel) hafifçe yukarı doğru düzenlenir. Bu, farklılaşmış hücre tiplerinde tam dozaj telafisinin, erken embriyonik gelişim sırasında dişi hücrelerde Xa ve erkek hücrelerde tek X kromozomu üzerindeki genlerin yukarı regülasyonu ile elde edildiğini göstermektedir.


Anahtar noktaları

Hücre farklılaşması sırasında, bir hücrenin özel işlevini yerine getirmek için yalnızca belirli gen alt kümeleri gerekir. Geri kalanlar susturulur. Kromozomun aktif olmayan bölgeleri, histon deaktilasyonunun aracılık ettiği, transkripsiyonel olarak aktif olmayan heterokromatine paketlenir, bu bölgeler farklılaşmış her hücre tipine özgüdür.

Gen potansiyelizasyonu, gen aktivasyonu için bir ön koşuldur. Bu, kromatin yapısını açar, böylece DNA, transkripsiyon için gerekli aktivatör proteinlere erişilebilir. Bu kromatin açılmasına aracılık etmek için histon asetilasyonu gereklidir.

Kromozomlar ve genler, kromozom bölgeleri olarak adlandırılan spesifik nükleer bölgeler halinde düzenlenirler, bu potansiyel olarak aktif bölgeler periferde bulunur. Bu bölgeler, her hücre tipine özgü, interfaz çekirdeğinde rastgele olmayan pozisyonları işgal eder. Nükleer mimarideki değişikliklerin farklılaşma sırasında meydana geldiği öne sürülmektedir.

Transkripsiyon gibi nükleer işlevler, çekirdeğin belirli bölümlerinde de meydana gelir. Bu nedenle, nükleer mimari, aktif genlerin transkripsiyona izin veren bölgelere yerleşmesine izin verebilir.

Kanıt Drosophila melanogaster ve memeliler, bir genin sentromerik heterokromatinin yakınında konumlandırılmasının genellikle gen susturulmasını desteklediğini ve benzer şekilde, bir genin izin verilen bir bölmeye sekestrasyonunun, genellikle bir lokusun stabil bir şekilde kalıtsal kromatin açılmasına izin verdiğini gösterir.

Geniş bölgeler üzerinde kromatin yapısının modifikasyonunun, proteinlerin cis- susturucu elemanlar olarak adlandırılan etkili elemanlar. Bu elementlere bağlanan proteinler, mayadaki Sir proteinlerini ve mayadaki Polycomb proteinlerini içerir. Meyve sineği. Bu baskıcı yapının kromozom boyunca yayılması önerilmiştir.

Çalışmalar, güçlendirici unsurların bu susturma olaylarını etkisiz hale getirebileceğini göstermektedir. Güçlendirici elementlerin bağlanmasının, geni çekirdekte transkripsiyon faktörleri ve transkripsiyonu aktive etmek için gerekli olan histon asetilazlar açısından zengin bir bölgeye almak için önerilmiştir.

Kanser, gen ekspresyon modellerinin bozulması ve çekirdek içindeki kromozom organizasyonunun küresel düzensizliği ile ilişkilidir.


GİRİŞ

Primordiyal germ hücreleri (PGC'ler), nihai olarak olgun gametlere yol açacak olan hücrelerin kurucu popülasyonudur. Mozaik olarak belirlenmiş bir germ hattına sahip organizmaların aksine, fare embriyosundaki PGC'ler, çevreleyen somatik hücrelerden çıkan birkaç kemik morfogenetik proteinin (BMP'ler) varlığını gerektiren endüktif bir mekanizma ile belirlenir (Fujiwara ve diğerleri, 2001 Lawson ve diğerleri., 1999 Ying ve diğerleri, 2000 Ying ve Zhao, 2001). PGC'ler ilk olarak ekstra-embriyonik mezodermde cinsel birleşmeden (dpc) 7.25 gün sonra saptanabilir (Ginsburg ve diğerleri, 1990). 8,5 dpc ile, PGC'ler embriyoya uygun şekilde girer ve arka bağırsak endoderminden aktif olarak göç eder, gelişmekte olan gonadları 10.5 ve 11.5 dpc arasında kolonize eder. Bu süre boyunca, PGC'ler, proliferasyon durduğunda 7.5 dpc'de 45 hücrelik bir başlangıç ​​popülasyonundan 13.5 dpc'de 25.000 hücreye çoğalır (Tam ve Snow, 1981). Germ hattının cinsel farklılaşması 13.5 dpc'de dişi germ hücrelerinin mayoz bölünmenin I. fazına girmesiyle başlar. Erkek gonad içinde testis kordlarından kaynaklandığı düşünülen bir sinyal mayoz bölünmeye girişi engeller ve erkek PGC'ler 14.5 dpc mitotik durmaya girer(McLaren, 1983). Bu değişikliklerden önce, erkek ve dişi PGC'ler cinsel olarak kayıtsızdır, ya erkek ya da kadın yolunu izleyebilir (McLaren ve Southee, 1997).

PGC'ler ürogenital çıkıntılara girdikten kısa bir süre sonra, hem erkek hem de dişi germ hücreleri, cinsel farklılaşmadan bağımsız olarak ortak bir dizi değişiklik geçirir. Hücre morfolojisi ve hücre yapışma özelliklerindeki değişiklikler, germ hücreleri göç etmeyen bir duruma geçerken meydana gelir (De Felici ve diğerleri, 1992 Donovan ve diğerleri, 1986 Garcia-Castro ve diğerleri, 1997). Erkek ve dişi PGC'ler de çoğalmayı durdurur, pluripotent kök hücre dizileri oluşturma potansiyeli azalır (Matsui ve diğerleri, 1992 McLaren, 1984 Resnick ve diğerleri, 1992) ve bir apoptoz dalgası geçirir (Coucouvanis ve diğerleri, 1993 Wang ve diğerleri). al., 1998). Bu farklılaşma olaylarına, bazı germ hücre belirteç genleri gibi gen ekspresyonundaki değişiklikler eşlik eder. şekerleme (akp2 - Fare Genom Bilişimi) ve Zfp148, aşağı düzenlenir (Donovan ve diğerleri, 1986 Hahnel ve diğerleri, 1990 Takeuchi ve diğerleri, 2003). dahil olmak üzere diğer genler Mvh (Ddx4 - Fare Genom Bilişimi), scp3 (Syp3 - Fare Genom Bilişimi), Dazl, Mageb4 ve Gcna1 bu süre boyunca yukarı doğru düzenlenir (Cooke ve diğerleri, 1996 Di Carlo ve diğerleri, 2000 Fujiwara ve diğerleri, 1994 Osterlund ve diğerleri, 2000).

Yukarıda bahsedilen farklılaşma olaylarına ek olarak, PGC'ler iki temel epigenetik sürece aracılık eder. İlk olarak, dişi PGC'ler susturulmuş X kromozomlarını yeniden aktive eder, böylece her oositin aktif bir X kromozomu taşımasını sağlar (Monk ve McLaren, 1981 Tam ve diğerleri, 1994). İlginç bir şekilde, aktif olmayan X kromozomunu yeniden etkinleştirme yeteneği, dişi germ hücreleriyle sınırlı değildir, çünkü XXY erkek germ hücreleri de bu yeniden etkinleştirme kabiliyetine sahiptir (Mroz ve diğerleri, 1999). İkincisi, göçmen germ hücreleri, göçmen PGC'lerde monoalelik ekspresyona katkıda bulunan, menşe ebeveynine özgü damgalama işaretleri ve yüksek düzeyde alel spesifik metilasyon taşır. Bu diferansiyel olarak metillenmiş bölgeler, PGC'ler gonadları kolonize ederken, baskılama ve bialelik gen ekspresyonu kaybına yol açtıkça hipometillenir (Hajkova ve diğerleri, 2002 Lee ve diğerleri, 2002 Szabo ve diğerleri, 2002). Bununla birlikte, bu demetilasyon dalgası, damgalanmış lokuslar ve X kromozomunun genleri ile sınırlı değildir, çünkü birkaç damgalanmamış gen ve tekrarlayan diziler de bu zamanda azalmış metilasyon gösterir (Hajkova ve diğerleri, 2002 Lane ve diğerleri, 2003 Lees- Murdock ve diğerleri, 2003).

Göç sonrası germ hücre farklılaşmasının altında yatan düzenleyici mekanizmaları araştırıyoruz. Birkaç çalışma, devam eden PGC gelişiminin, gonadlardan gelen endüktif sinyaller yerine hücreye özgü bir program tarafından düzenlendiğini göstermektedir. Ektopik konumlarda bulunan PGC'ler mayozise girer ve ürogenital çıkıntılara maruz kalmadan programa göre göç sonrası işaretleyici GCNA1'in ekspresyonunu başlatır (Wang ve diğerleri, 1997). Embriyonik kök hücrelerin, hem oositlere hem de spermatositlere benzeyen hücreler oluşturmaya devam edebilen PGC benzeri hücreler oluşturmak üzere farklılaştığı ve ayrıca PGC farklılaşmasının gonadal ortamdan bağımsız olarak gerçekleşebileceğini gösterdiği gösterilmiştir (Geijsen ve diğerleri, 2004 Hubner ve diğerleri. , 2003 Toyooka ve diğerleri, 2003). Son olarak, germ hücre proliferasyonunun kesilmesinin de hücreye özgü olduğu öne sürülmüştür (Ohkubo ve diğerleri, 1996).

Daha önce göç öncesi germ hücrelerinin kültürde farklılaşma potansiyelini test ettik ve besleyici kültürdeki 8.5 dpc ön göç PGC'lerinin doğru zamansal programda GCNA1'i eksprese etmek için farklılaşabileceğini bildirdik (Richards ve diğerleri, 1999). Şaşırtıcı bir şekilde, PGC'ler DNA demetilasyon ajanı 5-azasitidin veya histon deasetilaz inhibitörü trikostatin A'ya maruz kaldığında kültürdeki farklılaşma hızı arttı (Maatouk ve Resnick, 2003). Bu, epigenetik mekanizmaların germ hücre farklılaşmasının düzenlenmesine katkıda bulunabileceğini düşündürmektedir.

Burada, DNA metilasyonunun PGC farklılaşması sürecindeki rolünü daha da araştırıyoruz. Göç sonrası germ hücresine özgü birkaç genin, genital çıkıntıları kolonize ederken germ hücrelerinde demetilasyona uğradığına ve DNA demetilasyonunun bu genlerin in vivo geçici ekspresyonunu kontrol ettiğine dair kanıt sunuyoruz. Ek olarak, bu göç sonrası germ hücresine özgü genlerin, DNA metiltransferaz mutant embriyolarda ektopik olarak eksprese edildiğini gösterdik, bu da DNA metilasyonunun somatik dokularda germ hücresine özgü genleri susturma mekanizması olduğunu düşündürür. Bu sonuçlar, DNA metilasyonundaki dinamik değişikliklerin aracılık ettiği dokuya özgü embriyonik gen düzenlemesinin ilk in vivo kanıtını sağlar.


Geliştirme aşamasında H3K9me3 tarafından gen düzenlemesi

H3K9me3'ün somatik dokularda gen düzenlemesindeki rolü

Metazoanlarda, gametogenez ve erken embriyogenez, H3K9me3 dahil olmak üzere çoğu kromatin işaretinin zigota totipotensi vermek için silindiği ve daha sonra yeniden kurulduğu kapsamlı epigenetik yeniden programlama eşlik eder. Somatik dokularda H3K9me3 yeniden kurulması, normal gelişimsel ilerleme için esastır. Meyve sineği ve memeliler. İlginç bir şekilde, temel olarak yapısal heterokromatinde H3K9me3 birikimini kontrol eden susturma efektörlerinin kaybı, yapısal heterokromatinin dışında H3K9me3 birikiminin bozulmasından daha az şiddetli fenotiplere yol açar. Örneğin, esas olarak sentromerik bölgelere lokalize olan iki SUV39 paralogu için mutant fareler çift boştur, kromozomal kararsızlık ve çoklu kusurlar gösterir, ancak bazı hayvanlar yetişkinliğe kadar hayatta kalır (Peters ve diğerleri, 2001). Tersine, esas olarak yapısal heterokromatinin dışında H3K9me3 birikiminde yer alan SetDB1/ESET'in kaybı üzerine, implantasyon öncesi embriyonun iç hücre kütlesi düzgün bir şekilde oluşamaz ve implantasyon öncesi ölümcüllüğe yol açar (Dodge ve diğerleri, 2004). Aynı şekilde, Meyve sineği, Su(var)3-9 boş mutantlar yaşayabilir ve verimlidir (Tschiersch ve diğerleri, 1994), oysa SetDB1 fonksiyon kaybı mutasyonları homozigot öldürücüdür (Seum ve diğerleri, 2007). HP1 H3K9me3 okuyucu ailesinin birkaç üyesinin kaybı, Meyve sineği Su(var)2-5/HP1a ve fare Cbx1/HP1β da gelişimsel olarak öldürücü fenotiplerle sonuçlanır (Aucott ve diğerleri, 2008 Eissenberg ve diğerleri, 1990 Eissenberg ve diğerleri, 1992 Kellum ve Alberts, 1995), H3K9me3'ün erken gelişimdeki temel rolü.

Erken embriyo ve ESC'lerde H3K9me3

H3K9me3'ün erken somatik gelişimdeki rolüyle ilgili en güncel bilgiler, H3K9me3 tarafından gen susturulmasının implantasyon öncesi embriyonik gelişim, ESC kendini yenileme, hücre farklılaşması ve hücre soyu taahhüdü sırasında özellikle önemli olduğunu gösteren murin sistemlerinde yapılan çalışmalardan gelmektedir.

Memeli embriyolarında H3K9me ile DNA metilasyonu arasında karmaşık bir etkileşim olduğu iyi bilinmektedir (Allis ve Jenuwein, 2016 Cedar ve Bergman, 2009). DNA metilasyonu, gametogenez sırasında ve döllenme sırasında geçici olarak silinen, implantasyon sırasında yeniden metilasyon meydana gelen stabil ve mitotik olarak kalıtsal bir susturma modu sağlar (Reik ve diğerleri, 2001 Smith ve diğerleri, 2012 Wu ve diğerleri., 2016). Bu süre zarfında H3K9me3, gen ve transpozon baskısına aracılık eder ve daha sonra DNA metilasyonunun yeniden kurulmasına rehberlik eder (Allis ve Jenuwein, 2016 Cedar ve Bergman, 2009). Gelişim ilerledikçe, pluripotens ile ilişkili genler susturulurken, alternatif hücre kaderlerinde yer alan genler aktif hale gelirken, bu süreçler H3K9me3'ü de içerir. High-resolution mapping of H3K9me3 in the mouse embryo by ChIP-seq has revealed a finely regulated timing of H3K9me3 establishment at different genomic elements (Wang et al., 2018). H3K9me3 is present at some developmental genes and some long terminal repeats (LTRs) in oocytes and zygotes, but is lost at the two-cell stage. However, globally the two-cell stage is characterized by a stark increase in H3K9me3, which initially accumulates predominantly on LTRs (Wang et al., 2018). Depletion of SetDB1, KAP1/Trim28, Sumo2 and the histone chaperone Chaf1a leads to H3K9me3 loss and upregulation of several LTRs. In addition, many embryos arrest at the blastocyst stage upon knockdown of these factors, highlighting their importance for proper early development (Wang et al., 2018). As development continues into the implantation stage, H3K9me3 also begins to appear at host genes where different lineages acquire distinct H3K9me3 signatures. Typically, in a specific cell type H3K9me3 is deposited at genes that are characteristic of alternative cell fates (Wang et al., 2018). Thus, the H3K9me3 mark appears to suppress lineage-inappropriate gene expression.

The role of SetDB1-mediated TE, and gene repression and cell fate control is also apparent from studies in mouse ESCs. As in early embryos, LTRs in ESCs are marked by H3K9me3. Depletion of KAP1/Trim28, SetDB1/ESET and its co-factor MCAF1/ATF7IP, the KRAB-ZFP Zfp809, Morc2a, Chaf1a/b, Sumo2 and SUMO pathway enzymes leads to pervasive upregulation of multiple (partially overlapping) ERV targets (Cossec et al., 2018 Fukuda et al., 2018 Karimi et al., 2011 Martens et al., 2005 Matsui et al., 2010 Mikkelsen et al., 2007 Rowe et al., 2010 Wolf and Goff, 2007 Yang et al., 2015). In addition, depletion of the H3K9me3 effectors SetDB1, KAP1 and several KRAB-ZFPs from ESCs leads to de-repression of a subset of protein-coding genes (Ecco et al., 2016 Karimi et al., 2011 Rowe et al., 2013 Wolf et al., 2015b). Notably, a significant fraction of genes activated upon SetDB1 or Trim28 depletion reside in proximity to TEs (mostly ERV and LINEs), and many become transcribed from alternative TSSs residing in concomitantly upregulated ERV regions, thereby forming chimeric transcripts (Karimi et al., 2011 Rowe et al., 2013). Furthermore, SetDB1 and H3K9me3 have been reported to occupy promoter regions in ESCs and early embryos, suggesting that they directly target specific host genes (Bilodeau et al., 2009 Karimi et al., 2011 Wang et al., 2018 Yuan et al., 2009). Consistent with a role for H3K9me3-dependent silencing in maintaining cell fate, depletion of silencing factors from ESCs is generally associated with loss of cell identity. For example, depletion of KAP1/Trim28, Chaf1a, SUMO2/3 or the SUMO E2 ligase Ubc9 leads to conversion of the transcription profile of ESCs to a state resembling that of the two-cell embryo, i.e. a two-cell (2C)-like state, suggesting that these factors maintain the ESC state by repressing 2C-specific genes, including the master regulator of the 2C state Dux (Cossec et al., 2018 Ishiuchi et al., 2015 Macfarlan et al., 2012). Elimination of SetDB1 from ESCs also alters their fate, with cells reported to either die or shift to trophoblast-like fate (Bilodeau et al., 2009 Yeap et al., 2009 Yuan et al., 2009). A large fraction of genes repressed by SetDB1/H3K9me3 are developmental regulators (Bilodeau et al., 2009 Karimi et al., 2011 Yuan et al., 2009). Notably, a subset of genes repressed by SetDB1/H3K9me3 in ESCs also encode factors normally expressed in testis and oocytes (Karimi et al., 2011). A recent study suggested that SetDB1 can be directly guided to at least some germline-specific genes in ESCs by the transcription factor MAX (Tatsumi et al., 2018). Moreover, many genes associated with the germline transcriptional program, such as P-granule components and meiosis genes, are also occupied by SUMO in ESCs (Cossec et al., 2018). Together, these data suggest that, in ESCs, H3K9me3-mediated repression involving SetDB1 and SUMO also plays an important role in maintaining cell identity by suppressing alternative fates. Interestingly, some targets of SetDB1/H3K9me3 in ESCs are also marked by H3K27me3 and DNA methylation, indicating several layers of repression for certain genomic targets (Bilodeau et al., 2009 Karimi et al., 2011).

H3K9me3 functions in lineage commitment and cell differentiation

Gene repression through SetDB1-dependent H3K9 methylation is not restricted to ESCs and pre-gastrulation embryos. Despite a prevailing model that TEs in adult somatic tissues of mammals are silenced by DNA methylation, KRAB-ZFP/KAP1/SetDB1-dependent transcriptional repression was reported to control several cell type-specific subsets of ERVs in a range of adult mouse cell types, including embryonic fibroblasts (MEFs), pre-adipocytes, hepatocytes and B-lymphocytes (Collins et al., 2015 Ecco et al., 2016 Fasching et al., 2015 Kato et al., 2018 Wolf et al., 2015b).

Multiple examples highlight a role for H3K9me3 in cell type-specific gene regulation. High resolution analysis of heterochromatin formation in murine cells from different germ layers, and from hepatic and pancreatic lineages revealed that the number of H3K9me3-marked regions in different lineages increases from early developmental stages until gastrulation, although H3K9me3 is subsequently removed as cells progress into specific lineages (Nicetto et al., 2019). Transient deployment of H3K9me3 in germ layer cells is required to repress genes associated with mature cell function, and failure to properly establish this mark leads to expression of lineage-inappropriate genes later on (Nicetto et al., 2019). Silencing by SUV39H1-dependent H3K9me3 and HP1α deposition was shown to be involved in lineage commitment of Th2 lymphocytes by repressing Th1-specific loci (Allan et al., 2012), and in adipogenesis by restricting the expression of master regulatory genes until differentiation is required (Matsumura et al., 2015). H3K9me3-mediated regulation of host genes and TEs by SetDB1 has also been implicated in transcriptome regulation and normal cell fate switches during murine neurogenesis and oligodendrocyte differentiation (Jiang et al., 2017 Liu et al., 2015 Tan et al., 2012). Notably, SetDB1-repressed genes in neuronal tissue are enriched in factors characteristic for other lineages, and particularly in germline-specific genes (Tan et al., 2012). Germline genes are also targets of SetDB1- and SUMO-mediated repression in ESCs (as mentioned above), pointing to a ubiquitous role of this pathway in suppressing germ cell fate. Finally, Hi-C analysis of SetDB1-depleted postnatal mouse forebrain neurons revealed alterations in chromosomal conformation resulting from CTCF binding to cryptic sites normally occupied by H3K9 and DNA methylation (Jiang et al., 2017).

The H3K9me3 mark has also been found to impede cell re-programming (Becker et al., 2016). Studies in human embryonic fibroblasts, for example, identified over 200 H3K9me3-enriched genomic regions, with an average size of 2.2 Mb, that are refractory to binding of the pioneer transcription factors Oct4, Sox2, Klf4 and Myc (OKSM), thereby impeding re-programming to pluripotency (Soufi et al., 2012). Knockdown of the HMTs SUV39H1 and SetDB1, the histone chaperone CAF1 subunits Chaf1a and Chaf1b, Cbx3/HP1γ, Sumo2 and SUMO pathway components, or overexpression of the Jmjd2c demethylase, improve OKSM binding and reprogramming of fibroblasts to induced pluripotent cells in human or murine systems (Borkent et al., 2016 Cheloufi et al., 2015 Chen et al., 2013 Cossec et al., 2018 Onder et al., 2012 Soufi et al., 2012 Sridharan et al., 2013). Similar ‘reprogramming-resistant regions’ (RRRs) marked by H3K9me3 impede epigenetic reprogramming upon somatic cell nuclear transfer, with overexpression of the H3K9 demethylase Kdm4d or simultaneous depletion of the two SUV39 paralogs partially releasing this impediment (Matoba et al., 2014). Notably, a detailed study of the role of SUMO in the reprogramming of MEFs to pluripotency revealed that, in this context, SUMO is required to maintain the activity of fibroblast-specific enhancers (Cossec et al., 2018). This function is in stark contrast to the role of SUMO in ESCs, where it suppresses RRRs and the 2C-like transcriptome, highlighting a context-dependent function of protein SUMOylation (Cossec et al., 2018).

The role of H3K9me3 in somatic tissues in fruit flies is less well understood. dSetDB1/Eggless is the only essential HMT in D. melanogaster. dSetDB1 appears to be responsible for initial deposition of H3K9me3 and HP1 at many regions in the early embryo (Seller et al., 2019), and dSetDB1 mutations are associated with a wide variety of developmental defects and lethality (Brower-Toland et al., 2009 Stabell et al., 2006 Tzeng et al., 2007). As SetDB1-dependent H3K9me3 is present at multiple genomic loci, including nearly the entire chromosome 4 (which contains 79 genes and is enriched in repeats), the severe phenotypes of SetDB1 loss-of-function mutations are likely due to pleiotropic effects. Factors that recruit SetDB1 to its genomic targets in fly somatic tissues have yet to be established. İçinde Meyve sineği, mutations in RNAi factors, including Piwi, affect PEV and H3K9me3 in somatic tissues not known to have an active piRNA pathway (Gu and Elgin, 2013 Pal-Bhadra et al., 2004). As piRNA/Piwi are maternally loaded into the egg (but not zygotically expressed outside of the gonads), an attractive model is that maternal piRNA/Piwi complexes guide initial heterochromatin establishment in the early embryo, which is later maintained piRNA independently. There are also some H3K9me3-marked genes in regions that do not have local TEs and cannot be targeted by piRNA, pointing to the existence of piRNA-independent targeting mechanisms (Ninova et al., 2019b). DNA-binding proteins that recruit SetDB1 analogous to the vertebrate-specific KRAB-ZFP family have not been identified.

H3K9me3 and gene silencing in germ cells

Germline specification, gonad development and gametogenesis are highly orchestrated processes associated with extensive epigenetic re-programming. As germ cells carry the genetic material to be transmitted to offspring, they must also be well protected from damaging TE activity. Chromatin modification by H3K9me3 plays an essential role in germ cell development and fertility in both vertebrate and invertebrate animals. Most current understanding of transcriptional repression by H3K9me3 in germ cells comes from studies in the male germline of mice, and in the female germline of Meyve sineği.

In mice, a population of epiblast cells in the post-implantation embryo forms primordial germ cells (PGCs): the precursors of oocytes and spermatozoa. SetDB1 depletion at early stages of development (prior to E6.5 by Sox2Cre cKO and at E9.5 by TnapCre cKO) was shown to repress PGC formation and lead to gonadal hypotrophy in adults (Liu et al., 2014 Mochizuki et al., 2018). During PGC-like cell induction, SetDB1 was suggested to directly repress several transcription factors involved in mesoderm cell fate, thereby maintaining proper cell identity (Mochizuki et al., 2018). In E13.5 PGCs, SetDB1 was shown to control H3K9me3 levels and repress a subset of retrotransposons from the ERV and LINE1 classes, as well as a number of host genes (Liu et al., 2014). As in other systems, many genes deregulated upon SetDB1 loss are not directly marked by H3K9me3 but reside in the proximity of or initiate their transcription from within TEs (Liu et al., 2014). The factors that guide H3K9 methylation by SetDB1 in early PGCs are not known. Metazoan germline cells typically possess an active piRNA pathway. However, Miwi2, the only nuclear Piwi protein in mice, is not expressed until E14.5-15.5 (Aravin et al., 2008), thus H3K9me3 deposition before this stage is likely piRNA independent. It is possible that, as in other tissues, TEs in early germ cells are repressed by KRAB-ZFPs, but this hypothesis needs to be addressed.

In addition to functioning in PGCs and testis, SetDB1 has been shown to regulate the expression of host genes, several TEs and associated chimeric transcripts in mouse oocytes (Eymery et al., 2016 Kim et al., 2016). While mammalian oocytes express Piwi proteins and piRNAs, the mechanisms of H3K9me3 establishment at different genomic targets in this system has not been comprehensively characterized.

İçinde Meyve sineği, H3K9me3-mediated silencing is best understood in the ovary. Of the two main H3K9 HMTs that induce trimethylation in Meyve sineği, SetDB1/Eggless is required throughout the entire course of oogenesis, from germ cell differentiation to egg maturation, as well as for the somatic follicular cells that support the ovary, while Su(var)3-9 is not essential for fertility (Clough et al., 2007 Clough et al., 2014). Functionally, SetDB1/Eggless acts at multiple levels, including the control of TE expression by the piRNA pathway and repression of lineage-specific genes. Unlike Su(var)3-9 (Sienski et al., 2015), SetDB1 is involved in piRNA-dependent TE repression not only by being part of the piRNA-mediated transcriptional silencing pathways but also by regulating piRNA production. İçinde D. melanogaster, primary piRNAs are generated from discrete genomic loci termed piRNA clusters (Brennecke et al., 2007). Most piRNA clusters in germ cells are characterized by a unique epigenetic landscape consisting of H3K9me3, the germline-specific HP1 variant Rhino/HP1d (a Meyve sineği-specific HP1 homolog) and several other factors that are required for their transcription and piRNA production (Andersen et al., 2017 Chen et al., 2016 Mohn et al., 2014 Rangan et al., 2011). In the nucleus, piRNA-loaded Piwi proteins recognize nascent transcripts of active TEs and induce local H3K9 trimethylation and co-transactional silencing (Klenov et al., 2011 LeThomas et al., 2013 Rozhkov et al., 2013 Sienski et al., 2012). SetDB1/Eggless depletion leads to H3K9me3 loss from TE targets and loss of piRNAs (Rangan et al., 2011). While loss of H3K9me3 at TE targets is probably partly due to loss of piRNA guides, several lines of evidence show that SetDB1 is also directly involved in H3K9me3 deposition downstream of the piRNA/Piwi complex. Piwi is not known to interact with any HMTs. However, two of Piwi's interacting partners, Panoramix (Panx)/Silencio and the SUMO E3 ligase Su(var)2-10, induce H3K9me3 deposition when recruited to chromatin in a process that is dependent on SetDB1 and its conserved co-factor Wde (ATF7IP/MCAF1 in mammals) (Ninova et al., 2019a preprint Sienski et al., 2015 Yu et al., 2015). Furthermore, SetDB1/Wde recruitment requires SUMO and the SUMO E3 ligase activity of Su(var)2-10 (Ninova et al., 2019a preprint). Collectively, these findings lead to a model in which Su(var)2-10 interacts with Piwi/Arx/Panx and acts to induce SUMO-dependent recruitment of Wde/SetDB1, which in turn deposits H3K9me3 at piRNA targets (Ninova et al., 2019a preprint) (Fig. 3B).

As in mammalian systems, epigenetic silencing of TEs affects the host transcriptome of Meyve sineği germ cells. For example, H3K9me3 loss is associated with activation of cryptic promoters within TE sequences, the appearance of chimeric or truncated transcripts and mis-regulation of canonical gene isoforms (Ninova et al., 2019b). Finally, even though the piRNA pathway is the only known mode of H3K9me3 deposition in Meyve sineği ovaries, a recent ChIP-seq study revealed a number of discrete H3K9me3 peaks at euchromatic genes that are conserved, show no evidence of TE insertions or targeting by piRNAs, and do not lose H3K9me3 upon Piwi depletion, i.e. are likely piRNA-independent (Ninova et al., 2019b). About 20% of these H3K9me3-marked genes become upregulated upon knockdown of the SUMO ligase Su(var)2-10, suggesting that they are regulated in a SUMO-dependent manner and possibly through SetDB1. Notably, this set primarily includes genes characteristic of other tissues such as the testis or the central nervous system (Ninova et al., 2019b). It was recently demonstrated that the H3K9me3 effectors SetDB1, Wde and HP1a are required to confer transcriptional repression of male germline fate in the ovary (Smolko et al., 2018). Among other targets, SetDB1/Wde-dependent H3K9me3 suppresses the male-specific isoform of the master regulator of sex identity phf7 (Smolko et al., 2018). Thus, in addition to its role in constitutive heterochromatin and TE repression, epigenetic regulation by H3K9me3 in the female germline appears to grant tissue-specific gene repression to secure female germ cell identity (Ninova et al., 2019b Smolko et al., 2018). The presence of discrete and TE-independent H3K9me3 peaks in otherwise euchromatic regions in female germ cells suggests the existence of a piRNA-independent mode of SetDB1 recruitment, and a regulatory mechanism that restricts H3K9me3 spreading in this genomic context.

Interestingly, a recent study in Meyve sineği showed a role for the conserved factor L(3)mbt in lineage-inappropriate gene repression in the female germline and soma (Coux et al., 2018). The mammalian L3MBTL2 homolog (involved in PRC1.6) is also required for the repression of germline-specific genes in mouse ESCs (Maeda et al., 2013 Stielow et al., 2018 Tatsumi et al., 2018). In the future, it would be worthwhile comparing targets of SetDB1/H3K9me3 and other silencing complexes, and investigating any potential cooperation between them.


Belgeye Erişim

  • APA
  • Yazar
  • BİBTEKS
  • Harvard
  • Standart
  • RIS
  • Vancouver

Zinc finger proteins orchestrate active gene silencing during embryonic stem cell differentiation. / Kwak, Sojung Kim, Tae Wan Kang, Byung Hee Kim, Jae Hwan Lee, Jang Seok Lee, Han Teo Hwang, In Young Shin, Jihoon Lee, Jong Hyuk Cho, Eun Jung Youn, Hong Duk .

In: Nucleic Acids Research , Vol. 46, No. 13, 27.07.2018, p. 6592-6607.

Araştırma çıktısı : Dergiye katkı › Makale › hakemlik

T1 - Zinc finger proteins orchestrate active gene silencing during embryonic stem cell differentiation

N1 - Publisher Copyright: © The Author(s) 2018. Published by Oxford University Press on behalf of Nucleic Acids Research.

N2 - Transcription factors and chromatin remodeling proteins control the transcriptional variability for ESC lineage commitment. During ESC differentiation, chromatin modifiers are recruited to the regulatory regions by transcription factors, thereby activating the lineage-specific genes or silencing the transcription of active ESC genes. However, the underlying mechanisms that link transcription factors to exit from pluripotency are yet to be identified. In this study, we show that the Ctbp2-interacting zinc finger proteins, Zfp217 and Zfp516, function as linkers for the chromatin regulators during ESC differentiation. CRISPR-Cas9-mediated knock-outs of both Zfp217 and Zfp516 in ESCs prevent the exit from pluripotency. Both zinc finger proteins regulate the Ctbp2-mediated recruitment of the NuRD complex and polycomb repressive complex 2 (PRC2) to active ESC genes, subsequently switching the H3K27ac to H3K27me3 during ESC differentiation for active gene silencing. We therefore suggest that some zinc finger proteins orchestrate to control the concise epigenetic states on active ESC genes during differentiation, resulting in natural lineage commitment.

AB - Transcription factors and chromatin remodeling proteins control the transcriptional variability for ESC lineage commitment. During ESC differentiation, chromatin modifiers are recruited to the regulatory regions by transcription factors, thereby activating the lineage-specific genes or silencing the transcription of active ESC genes. However, the underlying mechanisms that link transcription factors to exit from pluripotency are yet to be identified. In this study, we show that the Ctbp2-interacting zinc finger proteins, Zfp217 and Zfp516, function as linkers for the chromatin regulators during ESC differentiation. CRISPR-Cas9-mediated knock-outs of both Zfp217 and Zfp516 in ESCs prevent the exit from pluripotency. Both zinc finger proteins regulate the Ctbp2-mediated recruitment of the NuRD complex and polycomb repressive complex 2 (PRC2) to active ESC genes, subsequently switching the H3K27ac to H3K27me3 during ESC differentiation for active gene silencing. We therefore suggest that some zinc finger proteins orchestrate to control the concise epigenetic states on active ESC genes during differentiation, resulting in natural lineage commitment.


Dipnotlar

Ambrosio, F., Kadi, F., Lexell, J., Fitzgerald, G. K., Boninger, M. L., and Huard, J. (2009). The effect of muscle loading on skeletal muscle regenerative potential: an update of current research findings relating to aging and neuromuscular pathology. NS. J. Fizik Med. Rehabilitasyon. 88, 145�. doi: 10.1097/phm.0b013e3181951fc5

Bentzinger, C. F., Von Maltzahn, J., Dumont, N. A., Stark, D. A., Wang, Y. X., Nhan, K., et al. (2014). Wnt7a stimulates myogenic stem cell motility and engraftment resulting in improved muscle strength. J. Cell Biol. 205, 97�. doi: 10.1083/jcb.201310035

Chiang Chan, M., Atasoylu, O., Hodson, E., Tumber, A., Leung, I. K. H., Chowdhury, R., et al. (2015). Potent and selective triazole-based inhibitors of the hypoxia-inducible factor prolyl-hydroxylases with activity in the murine brain. PLoS Bir 10:e0132004. doi: 10.1371/journal.pone.0132004

Cirillo, F., Resmini, G., Ghiroldi, A., Piccoli, M., Bergante, S., Tettamanti, G., et al. (2017). Activation of the hypoxia-inducible factor 1alpha promotes myogenesis through the noncanonical Wnt pathway, leading to hypertrophic myotubes. FASEB J. 31, 2146�. doi: 10.1096/fj.201600878r

Clarke, L., and van der Kooy, D. (2009). Low oxygen enhances primitive and definitive neural stem cell colony formation by inhibiting distinct cell death pathways. Kök hücreler 27, 1879�. doi: 10.1002/stem.96

Dengler, V. L., Galbraith, M., and Espinosa, J. M. (2014). Transcriptional regulation by hypoxia inducible factors. Krit. Rev. Biyokimya. Mol. Biol. 49, 1�. doi: 10.3109/10409238.2013.838205

Di Carlo, A., De Mori, R., Martelli, F., Pompilio, G., Capogrossi, M. C., and Germani, A. (2004). Hypoxia inhibits myogenic differentiation through accelerated MyoD degradation. J. Biol. Kimya 279, 16332�. doi: 10.1074/jbc.m313931200

Eliasson, P., and Jonsson, J. I. (2010). The hematopoietic stem cell niche: low in oxygen but a nice place to be. J. Cell Physiol. 222, 17�. doi: 10.1002/jcp.21908

Garcia-Prat, L., Sousa-Victor, P., and Munoz-Canoves, P. (2013). Functional dysregulation of stem cells during aging: a focus on skeletal muscle stem cells. ŞUBAT J. 280, 4051�. doi: 10.1111/febs.12221

Gough, N. R. (2012). Focus issue: wnt and beta-catenin signaling in development and disease. bilim Sinyal. 5:eg2. doi: 10.1126/scisignal.2002806

Gustafsson, M. V., Zheng, X., Pereira, T., Gradin, K., Jin, S., Lundkvist, J., et al. (2005). Hypoxia requires notch signaling to maintain the undifferentiated cell state. geliştirici Hücre 9, 617�. doi: 10.1016/j.devcel.2005.09.010

Higashimura, Y., Nakajima, Y., Yamaji, R., Harada, N., Shibasaki, F., Nakano, Y., et al. (2011). Up-regulation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase gene expression by HIF-1 activity depending on Sp1 in hypoxic breast cancer cells. Kemer Biyokimya. Biyofiz. 509, 1𠄸. doi: 10.1016/j.abb.2011.02.011

Hoppe, G., Yoon, S., Gopalan, B., Savage, A. R., Brown, R., Case, K., et al. (2016). Comparative systems pharmacology of HIF stabilization in the prevention of retinopathy of prematurity. Proc. Natl. Acad. bilim AMERİKA BİRLEŞİK DEVLETLERİ. 113, E2516�. doi: 10.1007/978-1-4612-2808-0_1

Hubbi, M. E., and Semenza, G. L. (2015). Regulation of cell proliferation by hypoxia-inducible factors. NS. J. Physiol. Cell Physiol. 309, C775�.

Kim, W., and Kaelin, W. G. Jr. (2003). The von Hippel-Lindau tumor suppressor protein: new insights into oxygen sensing and cancer. Kör. Görüş. Genet. geliştirici 13, 55�. doi: 10.1016/s0959-437x(02)00010-2

Krock, B. L., Skuli, N., and Simon, M. C. (2011). Hypoxia-induced angiogenesis: good and evil. Genes Cancer 2, 1117�. doi: 10.1177/1947601911423654

Kuang, S., Kuroda, K., Le Grand, F., and Rudnicki, M. A. (2007). Asymmetric self-renewal and commitment of satellite stem cells in muscle. Hücre 129, 999�. doi: 10.1016/j.cell.2007.03.044

Le Grand, F., Jones, A. E., Seale, V., Scime, A., and Rudnicki, M. A. (2009). Wnt7a activates the planar cell polarity pathway to drive the symmetric expansion of satellite stem cells. Cell Stem Cell 4, 535�. doi: 10.1016/j.stem.2009.03.013

Liu, W., Wen, Y., Bi, P., Lai, X., Liu, X. S., Liu, X., et al. (2012). Hypoxia promotes satellite cell self-renewal and enhances the efficiency of myoblast transplantation. Gelişim 139, 2857�. doi: 10.1242/dev.079665

Majmundar, A. J., Lee, D. S., Skuli, N., Mesquita, R. C., Kim, M. N., Yodh, A. G., et al. (2015). HIF modulation of Wnt signaling regulates skeletal myogenesis in vivo. Gelişim 142, 2405�. doi: 10.1242/dev.123026

Maxwell, P. H., and Eckardt, K. U. (2016). HIF prolyl hydroxylase inhibitors for the treatment of renal anaemia and beyond. Nat. Nefrol. 12, 157�. doi: 10.1038/nrneph.2015.193

Mohyeldin, A., Garzon-Muvdi, T., and Quinones-Hinojosa, A. (2010). Oxygen in stem cell biology: a critical component of the stem cell niche. Cell Stem Cell 7, 150�. doi: 10.1016/j.stem.2010.07.007

Ohlendieck, K. (2011). Proteomic profiling of fast-to-slow muscle transitions during aging. Ön. Fizyol. 2:105. doi: 10.3389/fphys.2011.00105

Piccoli, M., Conforti, E., Varrica, E., Ghiroldi, A., Cirillo, F., Resmini, G., et al. (2017). NEU3 sialidase role in activating HIF-1α in response to chronic hypoxia in cyanotic congenital heart patients. Int. J. Cardiol. 230, 6�. doi: 10.1016/j.ijcard.2016.12.123

Razban, V., Lotfi, A. S., Soleimani, M., Ahmadi, H., Massumi, M., Khajeh, S., et al. (2012). HIF-1alpha overexpression induces angiogenesis in mesenchymal stem cells. Biores Open Access. 1, 174�. doi: 10.1089/biores.2012.9905

Reano, S., Angelino, E., Ferrara, M., Malacarne, V., Sustova, H., Sabry, O., et al. (2017). Unacylated ghrelin enhances satellite cell function and relieves the dystrophic phenotype in duchenne muscular Dystrophy mdx model. Kök hücreler 35, 1733�. doi: 10.1002/stem.2632

Scaringi, R., Piccoli, M., Papini, N., Cirillo, F., Conforti, E., Bergante, S., et al. (2013). NEU3 sialidase is activated under hypoxia and protects skeletal muscle cells from apoptosis through the activation of the epidermal growth factor receptor signaling pathway and the hypoxia-inducible factor (HIF)-1alpha. J. Biol. Kimya 288, 3153�. doi: 10.1074/jbc.m112.404327

Tanaka, S., Terada, K., and Nohno, T. (2011). Canonical Wnt signaling is involved in switching from cell proliferation to myogenic differentiation of mouse myoblast cells. J. Mol. Sinyal. 6:12. doi: 10.1186/1750-2187-6-12

von Maltzahn, J., Bentzinger, C. F., and Rudnicki, M. A. (2011). Wnt7a-Fzd7 signalling directly activates the Akt/mTOR anabolic growth pathway in skeletal muscle. Nat. Hücre Biol. 14, 186�. doi: 10.1038/ncb2404

von Maltzahn, J., Zinoviev, R., Chang, N. C., Bentzinger, C. F., and Rudnicki, M. A. (2013). A truncated Wnt7a retains full biological activity in skeletal muscle. Nat. Komün. 4:2869.

Wang, G. L., Jiang, B. H., Rue, E. A., and Semenza, G. L. (1995). Hypoxia-inducible factor 1 is a basic-helix-loop-helix-PAS heterodimer regulated by cellular O2 tension. Proc. Natl. Acad. bilim AMERİKA BİRLEŞİK DEVLETLERİ. 92, 5510�. doi: 10.1073/pnas.92.12.5510

Xie, L., Yin, A., Nichenko, A. S., Beedle, A. M., Call, J. A., and Yin, H. (2018). Transient HIF2A inhibition promotes satellite cell proliferation and muscle regeneration. J. Clin. Yatırım. 128, 2339�. doi: 10.1172/jci96208

Xuan, L., Xin-Xin, C., Ya-Jing, C., Ting-Ting, W., Huaxi, X., Huiyong, Y., et al. (2018). Therapeutic potential of a prolyl hydroxylase inhibitor FG-4592 for Parkinson’s Diseases in vitro and in vivo: regulation of redox biology and mitochondrial function. Ön. Aging Neurosci. 10:121. doi: 10.3389/fnagi.2018.00121

Yang, X., Yang, S., Wang, C., and Kuang, S. (2017). The hypoxia-inducible factors HIF1alpha and HIF2alpha are dispensable for embryonic muscle development but essential for postnatal muscle regeneration. J. Biol. Kimya 292, 5981�. doi: 10.1074/jbc.m116.756312

Yeh, T., Leissing, M. T., Abboud, I. M., Thinnes, C. C., Atasoylu, O., Holt-Martyn, J. P., et al. (2017). Molecular and cellular mechanisms of HIF prolyl hydroxylase inhibitors in clinical trials. Kimya bilim 8, 7651�. doi: 10.1039/c7sc02103h

Yuen, T. J., Silbereis, J. C., Griveau, A., Chang, S. M., Daneman, R., Fancy, S. P. J., et al. (2014). Oligodendrocyte-encoded HIF function couples postnatal myelination and white matter angiogenesis. Hücre 158, 383�. doi: 10.1016/j.cell.2014.04.052

Keywords : Hypoxia-inducible factor-1α, WNT7a, myogenesis, hypertrophy, Prolyl-hydroxylases, FG-4592

Citation: Cirillo F, Resmini G, Angelino E, Ferrara M, Tarantino A, Piccoli M, Rota P, Ghiroldi A, Monasky MM, Ciconte G, Pappone C, Graziani A and Anastasia L (2020) HIF-1α Directly Controls WNT7A Expression During Myogenesis. Ön. Hücre Geliştirme Biol. 8:593508. doi: 10.3389/fcell.2020.593508

Received: 10 August 2020 Accepted: 20 October 2020
Published: 11 November 2020.

Susan Tsivitse Arthur, University of North Carolina at Charlotte, United States

Eoin P. Cummins, University College Dublin, Ireland
Sivareddy Kotla, University of Texas MD Anderson Cancer Center, United States
Colin E. Evans, Northwestern University, United States

Copyright © 2020 Cirillo, Resmini, Angelino, Ferrara, Tarantino, Piccoli, Rota, Ghiroldi, Monasky, Ciconte, Pappone, Graziani and Anastasia. Bu, Creative Commons Atıf Lisansı (CC BY) koşulları altında dağıtılan açık erişimli bir makaledir. The use, distribution or reproduction in other forums is permitted, provided the original author(s) and the copyright owner(s) are credited and that the original publication in this journal is cited, in accordance with accepted academic practice. Bu şartlara uymayan hiçbir kullanım, dağıtım veya çoğaltmaya izin verilmez.


Videoyu izle: 0047 HÜCRE DÖNGÜSÜ VE HÜCRE BÖLÜNME KONTROLÜ (Haziran 2022).